Анализ клеточного состава нативной трансплантационной аутосмеси, используемой для пластики дефектов костной ткани

Проведено исследование клеточного состава нативной трансплантационной аутосмеси (НТА), используемой для костной пластики. Гистологическое исследование показало фрагменты костных балок с сохранившимися остеобластами, очаги миелоидного и лимфоидного кроветворения и отложения фибрина, что позволило предположить наличие мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток (ММСК). При имммунофенотипировании популяции клеток НТА выявлен высокий уровень экспрессии поверхностных маркеров CD105, CD73 и CD90, характерных для ММСК. ДНК-проточная цитофлоурометрия костной аутосмеси подтвердила практически полное сохранение жизнеспособности трансплантата на третьи сутки культивирования (97,7 % живых клеток). Полученные данные свидетельствуют о наличии у нативной трансплантационной аутосмеси остеогенных, остеоиндуктивных, остеокондуктивных свойств и обосновывают дальнейшее ее исследование с целью использования в качестве аутотрансплантата при хирургических вмешательствах.

1. Предеин, Ю. А. Костные и клеточные имплантанты для замещения дефектов кости / Ю. А. Предеин, В. В. Рерих // Современные проблемы науки и образования. – 2016. – № 6. – С. 132.

2. Результаты трансплантации культуры аутогенных стромальных клеток костного мозга в область краевого дефекта длинных трубчатых костей / Р. В. Деев [и др.] // Травматология и ортопедия России. – 2007. – № 2(44). – С. 57–63.

3. A novel method for the salvage of bone dust generated by high-speed burrs in spinal surgery / N. Heidari [et al.] // Ann. R. Coll. Surg. Engl. – 2007. – Vol. 89, N 5. – Р. 533–534. https://doi.org/10.1308/rcsann.2007.89.5.533

4. Histologic evaluation of high speed burr shavings collected during spinal decompression surgery / V. V. Patel [et al.] // Orthopedics. – 2009. – 32. – Vol. 32, N 1. – Р. 23. https://doi.org/10.3928/01477447-20090101-17

5. Ekanayake J. Use of the novel ANSPACH bone collector for bone autograft in anterior cervical discectomy and cage fusion / J. Ekanayake, A. Shad // Acta Neurochirurgica. – 2009. – Vol. 152, N 4. – P. 651–653. https://doi.org/10.1007/s00701-009-0513-0

6. Blay, A. Viability of autogenous bone grafts obtained by using bone collectors: histological and microbiological study / A. Blay, S. Tunchel, W. R. Sendyk // Pesqui. Odontol. Bras. – 2003. – Vol. 17, N 3. – P. 234–240. https://doi.org/10.1590/s1517-74912003000300007

7. Autologous bone graft harvested during implant site preparation: histological study / M. Santagata [et al.] // Plast Aesthet. Res. – 2014. – Vol. 1, N 3. – Р. 94–97. https://doi.org/10.4103/2347-9264.143553

8. Autografts for spinal fusion: osteogenic potential of laminectomy bone chips and bone shavings collected via high speed drill / C. Eder [et al.] // Eur. Spine J. – 2011. – Vol. 20, N 11. – P. 1791–1795. https://doi.org/10.1007/s00586-011-1736-3

9. Comparative study between cortical bone grafts versus bone dust for reconstruction of cranial burr holes / V. P. Worm [et al.] // Surg. Neurol. Int. – 2010. – Vol. 1, N 1. – P. 91. https://doi.org/10.4103/2152-7806.74160

10. Устройство для фильтрации костной стружки / С. И. Кириленко [и др.] // Ортопедия, травматология и протезирование. – 2020. – № 2. – С. 75–79. https://doi.org/10.15674/0030-59872020275-79

11. Костно-пластические материалы для выполнения спондилодеза / В. В. Рожин [и др.] // Проблемы здоровья и экологии. – 2019. – № 2(60). – С. 13–19.

12. Mesenchymal stromal/stem cells in regenerative medicine and tissue engineering / R. E. B. Fitzsimmons [et al.] // Stem. Cells International. – 2018. – Vol. 2018. – P. 1–16. https://doi.org/10.1155/2018/8031718

13. Pittenger, M. F. Mesenchymal stem cells from adult bone marrow / M. F. Pittenger // Mesenchymal stem cells: methods and protocol / eds. D. J. Prockop, D. G. Phinney, B. A. Bunnell. – Humana Press, 2008. – P. 27–44. https://doi.org/10.1007/978-1-60327-169-1_2

14. Kode, J. Mesenchymal stromal cells and their clinical applications / J. Kode, V. Tanavde // Applications of Flow Cytometry in Stem Cell Research and Tissue Regeneration / ed. A. Krishan, H. Krishnamurthy, S. Totey. – Bangalore, 2010. – Р. 175–188. https://doi.org/10.1002/9780470631119.ch12

15. Проточная цитометрия в медицине и биологии / А. В. Зурочка [и др.]. – 2-е изд. – Екатеринбург, 2014. – 576 с.

16. Warnes, G. The multiplexing of assays for the measurement of early stages of apoptosis by polychromatic flow cytometry / G. Warnes // Flow cytometry – Select topics. – London, 2016. – Р. 85–99. https://doi.org/10.5772/60549

17. Isolation, characterization, differentiation and immunomodulatory capacity of mesenchymal stromal/stem cells from human perirenal adipose tissue / P. C. Baer [et al.] // Cells. – 2019. – Vol. 8, N 11. – Art. 1346. https://doi.org/10.3390/cells8111346

18. Пулин, А. А. Поверхностные маркеры, характеризующие мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки (ММСК) костного мозга человека / А. А. Пулин, И. Н. Сабурина, В. С. Репин // Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. – 2008. – Т. 3, № 3. – С. 25–30.

19. Шахпазян, Н. К. Мезенхимальные стволовые клетки из различных тканей человека: биологические свойства, оценка качества и безопасности для клинического применения / Н. К. Шахпазян, Т. А. Астрелина, М. В. Яковлева // Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. – 2012. – Т. 7, № 1. –С. 23–33.

20. Adult Mesenchymal stem cells and cell surface characterization – A systematic review of the literature / P. Mafi [et al.] // Open Orthopaedics J. – 2011. – Vol. 5, N 1. – Р. 253–260. https://doi.org/10.2174/1874325001105010253

21. Рылова, Ю. В. Воздействие цисплатина на мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки жировой ткани человека при различном уровне кислорода / Ю. В. Рылова, Л. Б. Буравкова, Б. Д. Животовский // Вестн. Рос. акад. мед. наук. – 2016. – Т. 71, № 2. – С. 114–120. https://doi.org/10.15690/vramn614